Diagnostics of pathogenic Helicobacter pylori strains: is this a potential solution for ungrounded eradication therapy?

Full Text

Почти половина населения земного шара контаминирована Helicobacter pylori [1]. Главная опасность инфекции заключается в формировании таких H. pylori-ассоциированных заболеваний, как язвенная болезнь, аденокарцинома и MALT-лимфома желудка [2, 3]. Развитие язвенной болезни и онкологических процессов отмечается только у тех больных, которые инфицированы вирулентными штаммами H. pylori [4]. В последние десятилетия в мире, включая Россию, наблюдается тенденция к уменьшению распространенности H. pylori наряду со снижением заболеваемости раком желудка [5–7]. Во многом этого удалось достичь благодаря стратегии эрадикационной терапии, базирующейся на принципе «тестируй и лечи» (test-and-treat) [8]. Основной вклад в снижение эффективности эрадикации H. pylori вносит растущая антибиотикорезистентность, при этом самой высокой антибиотикорезистентностью характеризуются наиболее вирулентные штаммы [9]. Тактика модификации и усложнения многокомпонентной схемы эрадикационной терапии проблему не решает. В этой связи первоочередной задачей становится назначение пациентам с хеликобактериозом рациональной и обоснованной терапии.

Цель настоящего обзора – проанализировать диагностические возможности идентификации патогенных штаммов H. рylori для обоснованного персонализированного назначения эрадикационной терапии.

В базах данных Medline через интерфейс системы PubMed (https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/) и РИНЦ (https://eLibrary.Ru) проведен поиск публикаций на английском и русском языках за период 2015–2024 гг. с использованием ключевых слов: H. pylori pathogenicity factors / факторы патогенности H. pylori; CagA pathogenicity protein / белок патогенности CagA; diagnostic test systems for CagA protein detection / диагностические тест-системы для выявления CagA-белка; problems identifying pathogenic H. pylori strains / проблемы идентификации патогенных штаммов H. pylori; eradication therapy / эрадикационная терапия; H. pylori antibiotic resistance / антибиотикорезистентность H. pylori.

Влияние генотипа микроорганизма на развитие Helicobacter pylori-ассоциированных заболеваний

Одна из причин развития H. pylori-ассоциированных заболеваний – особенность генотипа бактерии [10]. Гены вирулентности, отвечающие за экспрессию большого количества белков на внешней мембране (англ. outer membrane proteins, OMPs), играют важную роль в патогенности H. pylori [11]. В настоящее время идентифицировано 64 члена семейства генов OMP [12]. Гены oipA, sabA и babA отвечают за колонизацию слизистой оболочки желудка [4]. Их рассматривают кандидатами для разработки вакцины для профилактики хеликобактериоза [13]. Среди наиболее значимых факторов вирулентности H. pylori выделяют гены cagA и vacA. Они имеют решающее значение для выработки белков патогенности, являются частью системы секреции IV типа T4SS (англ. type IV secretion system) [14]. T4SS представляют собой молекулярные переносчики, часто связанные с внеклеточной структурой ворсинок, охватывающих внутреннюю и внешнюю мембраны бактерии. Helicobacter pylori кодирует до четырех T4SS на своей хромосоме, а именно T4SS Cag, присутствующий в cag-островке патогенности (cagPAI), систему ComB, а также Tfs3 и Tfs4 T4SS, часть которых обладает уникальными функциями T4SS [15].

В научных исследованиях канцерогенный потенциал H. pylori рассматривается в прокариот-генетической эпигенетической теории. Согласно данной теории, малигнизация эпителия желудка развивается вследствие избыточного активирования тирозинкиназ при фосфорилировании продуктов онкогенов бактерии и самофосфорилировании рецептора эпидермального фактора роста (англ. epidermal growth factor receptor, EGFR) [16].

Запуск процесса канцерогенеза выполняют онкогенные белки VacA и СagA. Токсин VacA, кодируемый геном vacA, поступает в клетку по типу АВ-токсинов: экзотоксин адсорбируется на поверхности клетки фракцией В, и после присоединения к EGFR в оболочке формируется отверстие для проникновения внутрь фракции А.

Все штаммы H. pylori имеют ген vacA, хотя наблюдается вариабельность вакуолизирующей активности из-за гетерогенности последовательности на 5'-конце. В популяции с высоким уровнем заболеваемости раком желудка (коренные жители Аляски) выявлена корреляция между патогенностью штаммов микроорганизма, имеющих генотипы vacA s1, i1 и m1. Они оказались более вирулентны и ассоциированы с повышенным риском развития рака желудка [17].

СagA, кодируемый геном cagA, представляет собой онкопротеин, который внедряется в эпителиальные клетки хозяина при помощи T4SS через формируемые генами островка патогенности cag отверстия. В дальнейшем процесс тирозинкиназного фосфорилирования СagA в клетке протекает эпигенетически. Фосфорилированный CagA активирует фосфатазу SHP-2 (англ. Src homology region 2 domain-containing phosphatase 2) и Sck-киназу (англ. C-terminal Src kinase). Активированные тирозинкиназы инициируют запуск каскада ERK / MARK (англ. extracellular regulated-signal kinase / mitogen-activated protein kinase) киназ клетки и стимулируют пути сигнальной трансдукции нормальной пролиферации, что может приводить к инициации транскрипции, нарушению нормальной регуляции пролиферации, гиперпролиферации и трансформации [17].

Результаты исследований подтверждают участие H. pylori, позитивной по гену cagA и способной секретировать белок патогенности CagA при участии системы секреции IV типа (Cag T4SS), в развитии патологических процессов в организме человека [18]. Так, по данным А.В. Сварваль и соавт., генотип cagA⁺ был обнаружен у 64,1% пациентов и ассоциирован с хроническим гастритом и язвенной болезнью двенадцатиперстной кишки в 55,8 и 78,9% случаев соответственно (р > 0,05) [19]. J.I. Matos и соавт. подтвердили ассоциацию между наличием у пациентов CagA⁺-штаммов микроорганизма с повышенным риском развития рака желудка (отношение шансов (ОШ) 2,09, 95% доверительный интервал (ДИ) 1,48–2,94) и язвенной болезни (ОШ 1,69, 95% ДИ 1,12–2,55). Носители штаммов H. pylori VacA s1 (по сравнению с s2), m1 (по сравнению с m2), s1m1 (по сравнению с s1m2 и s2m2) имеют повышенный риск развития рака (ОШ 5,32, 95% ДИ 2,76–10,26; ОШ 2,50, 95% ДИ 1,67–3,750; ОШ 2,58, 95% ДИ 1,24–5,38 и ОШ 4,36, 95% ДИ 2,08–9,10 соответственно) и язвенной болезни (ОШ 2,04, 95% ДИ 1,01–4,13) [20]. У бразильских пациентов с хроническим гастритом и раком желудка была выявлена высокая распространенность комбинации генов cagA, vacA, dupA и oipA [21]. У иракских пациентов варианты s2m2 и s1m1 гена vacA были значимо связаны с гастритом и смешанными язвами желудка и двенадцатиперстной кишки, что, по мнению авторов исследования, подтверждало важность генетического тестирования для прогнозирования как хода лечения, так и исходов H. pylori-ассоциированного заболевания [22]. M.T. Elghannam и соавт. показали наличие географической взаимосвязи распространенности VacA- и СagA-позитивных штаммов с развитием хеликобактер-ассоциированных заболеваний [23].

Вышеизложенное обосновывает целесообразность использования дифференциации H. pylori по признаку наличия позитивных штаммов, способных синтезировать белки онкогенности. Следует тщательно обдумывать показания к назначению эрадикационной терапии, а тактику «тестируй и лечи» адаптировать к конкретным условиям с учетом выявления групп риска. Так, высокий риск развития рака желудка имеют пациенты с предраковыми состояниями и/или семейным анамнезом рака желудка, генетической предрасположенностью к инфицированию штаммами H. pylori CagA⁺, а также штаммами VacA s1 и m1. Диагностическая настороженность при выявлении пациентов для обоснованного назначения эрадикационной терапии должна присутствовать в эндемичных по хеликобактериозу регионах.

Методы диагностики хеликобактериоза: преимущества и недостатки

Для пациентов с синдромом диспепсии консенсус Маастрихт VI (2022) рекомендует стратегию «тестируй и лечи» (test-and-treat) [8]. Данное положение предусматривает проведение диагностических мероприятий для обоснования тактики назначения антихеликобактерной терапии.

В таблице представлены доступные сегодня диагностические методы, направленные на идентификацию патогенных штаммов H. pylori.

 

Сравнительная оценка методов диагностики H. pylori

Метод	Чувствительность	Специфичность	Преимущества	Недостатки	Ссылка
Бактериоло-гический	70–90%	100%	Золотой стандарт для подтверждения диагноза; может использоваться для определения чувствительности к антибиотикам	Сложный, трудоемкий, дорогостоящий, требующий специальных знаний в области микробиологии; не позволяет дифференцировать непатогенные и патогенные штаммы	[24]
Экспресс-тест на уреазу	Более 95%	Более 95%	Быстрый, недорогой, простой	Инвазивный метод; требует дополнительных подтверждающих тестов; прием ИПП и антибиотиков влияет на точность метода; не позволяет выявлять других представителей рода Helicobacter с меньшей уреазной активностью; не позволяет дифференцировать непатогенные и патогенные штаммы	[24–27]
Иммунохрома-тографический	96%	97%	Экономичность, простота, быстрота и отсутствие необходимости в дорогостоящих приборах	Возможны ложноотрицательные результаты при низком количестве бактерий; прием ИПП и антибиотиков влияет на точность метода	[24, 28, 29]
Молекулярно-генетический	96%	98%	Чувствителен даже при низком содержании в материале H. pylori	Требует сложного, дорогостоящего оборудования; может давать ложноположительные результаты	[24, 29–32]
Гистологический	Более 95%	99%	Золотой стандарт клинической диагностики; дает полезную информацию о степени воспаления и связанных с ним патологиях, высокочувствителен и специфичен	Инвазивный, не позволяет дифференцировать непатогенные и патогенные штаммы	[24, 32]
Серологический	85%	Более 85%	Недорогой, точный метод; на результаты метода не влияет прием ИПП и антибиотиков	Не дает точного ответа о результатах эрадикации микроорганизма; не позволяет дифференцировать непатогенные и патогенные штаммы	[24, 33]

ИПП – ингибиторы протонной помпы

 

Стандартный бактериологический метод инвазивный, длительный, трудоемкий, не позволяет установить патогенность микроорганизма.

Возможность дифференцировки штаммов по принципу патогенности была показана при комплексном использовании масс-спектрометрии в совокупности с геномикой и протеомикой. Были обнаружены 52 белка, количество которых значительно различалось между двумя штаммами – патогенным и непатогенным. Штамм P12, который был выделен в Европе от пациента с язвенной болезнью двенадцатиперстной кишки, характеризовался более высоким содержанием белков, кодируемых островком патогенности cag, тогда как уровни регулятора кислотного ответа ArsR и его регуляторных мишеней (KatA, AmiE и белков, участвующих в продукции уреазы) были выше у штамма Nic25, выделенного в Никарагуа от пациента с кишечной метаплазией A. При анализе результатов исследования была показана возможность выявления патогенных штаммов микроорганизма по содержанию белков с помощью протеомных подходов [34].

Среди неинвазивных методов идентификации H. pylori вторая рабочая группа консенсуса Маастрихт VI предлагает уреазный дыхательный тест и выявление антигена в кале [25].

Принцип экспресс-теста на уреазу основан на возможности определения синтезируемого H. pylori фермента уреазы, который помогает микроорганизму приспосабливаться к кислой среде желудка. При взаимодействии с водой уреаза расщепляет мочевину (карбамид) до диоксида углерода и аммиака. Аммиак нейтрализует ионы водорода, создает благоприятный для выживания микроорганизма уровень кислотности. Среди преимуществ теста следует отметить его простоту, среди недостатков – невозможность дифференцировать непатогенные и патогенные штаммы H. pylori. Кроме того, использование метода не позволяет выявлять других представителей рода Helicobacter с меньшей уреазной активностью (H. suis, H. salomonis, H. felis, H. heilmannii), которые способны вызывать аналогичные клинические проявления и могут приводить к развитию язвенной болезни, аденокарциномы и MALT-лимфомы желудка. Наличие менее выраженной, чем у H. pylori, собственной уреазной активности, а также более низкая плотность их колонизации слизистой оболочки желудка – частые причины несовпадения результатов диагностических методов [26].

G. Brandi и соавт. доказали присутствие у пациентов с гипохлоргидрией других уреазопозитивных бактерий: Proteus mirabilis, Citrobacter freundii, Klebsiella pneumoniae, Enterobacter cloacae, Staphylococcus aureus и др. Высокая активность уреазы у вышеуказанных микроорганизмов позволила сделать заключение о возможности получения ложноположительных результатов экспресс-уреазного теста при биопсии желудка и дыхательного теста с мочевиной [27].

Анализ кала на наличие атигенов H. pylori – еще один надежный неинвазивный тест. В настоящее время для тестирования антигена в кале используют иммунохроматографический анализ (ИХА). Экспресс-тестирование инфекционных патогенов методом ИХА активно применяется в медицинской практике во всем мире [28]. Высокая чувствительность и специфичность, быстрый и достоверный результат без использования специализированного оборудования и возможность проведения исследования непосредственно при работе с пациентом делают ИХА-тестирование одним из наиболее востребованных методов. На российском рынке представлен большой ассортимент иммунохроматографических тест-систем («БиоТрейсер Helicobacter pylori» («БИО ФОКУС», Россия), экспресс-тест «Язва желудка» (ООО «Имбиан ЛАБ», Россия), «ИХА-Хелико-антиген» (ЗАО «ЭКОлаб», Россия) и др.), однако все они предназначены для качественного выявления антигенов H. pylori в образцах кала человека либо в биопсийном материале также без дифференциации на CagA-протеин.

Для обнаружения генов патогенности микроорганизмов, в том числе H. pylori, сегодня используют различные методы молекулярно-генетической диагностики.

Среди последних достижений в области совершенствования молекулярно-генетического анализа отметим секвенирование ампликонов 16S рРНК образцов биопсии желудка для выявления инфекции H. pylori. Метод показал преимущества использования в сравнении со стандартными способами тестирования патогена в образцах [30]. Перспективным следует считать высокочувствительный (2 нг/мкл) метод на основе технологии RPA-CRISPR-Cas12a, направленный на обнаружение специфических генов 16S рДНК, ассоциированных с цитотоксином гена A (cagA) и вакуолизирующим цитотоксином A (vacA) H. pylori [31]. В качестве альтернативы предложен тест RAA-LFD для быстрого визуального обнаружения генов H. pylori 16s рРНК и ureA, vacA m1/m2 с помощью амплификации при использовании рекомбиназы (RAA) в сочетании с методом гибких тест-полосок (LFD) [35]. Секвенирование нового поколения (англ. next generation sequencing, NGS) – метод, позволяющий выявить мутации (и их сочетания). С его помощью можно выбрать наиболее эффективный вариант лечения уже диагностированного онкозаболевания либо указать на чрезвычайно высокую вероятность рака, передающегося по наследству (так называемые наследственные, или семейные, формы рака) [36]. Однако ни один из вышеперечисленных методов не позволяет идентифицировать патогенный штамм микроорганизма, так как наличие генов патогенности не является критерием синтеза патогенных белков, за которые они отвечают.

Мы проанализировали продукцию ведущих российских фирм – производителей наборов реагентов для постановки полимеразной цепной реакции («ДНК-Технология», ООО Научно-производственная фирма «ЛИТЕХ», «ТестГен», ООО «БиоЛинк» и др.). Нам не удалось найти тест-системы для диагностики генов патогенности H. pylori. Производимые в настоящее время наборы реагентов «Хеликопол» (ООО Научно-производственная фирма «ЛИТЕХ»), «Helicobacter pylori» («ДНК-Технология»), «HP-ТЕСТ» («ТестГен») предназначены для индикации ДНК микроорганизма в биоптатах и кале в режиме реального времени без дифференциации по принципу патогенности.

К инвазивным методам диагностики H. pylori, включающим в себя взятие образцов с помощью эндоскопической биопсии, относится гистологическое исследование. Гистологическая оценка тканей считается одним из наиболее надежных и специфических методов диагностики, поскольку дает полезную информацию о степени воспаления и связанных с ним патологиях, таких как рак желудка, кишечная метаплазия и гастрит [32], однако, как и другие методы, не позволяет идентифицировать патогенность штамма микроорганизма.

Серодиагностику хеликобактериоза проводят с помощью ИФА-тест-систем, предназначенных для определения в сыворотке крови уровня иммуноглобулинов классов А, M и G. Наиболее информативна тест-система «ИФА-Хеликобактер CagA антитела» (ЗАО «ЭКОлаб»), позволяющая определять в сыворотке крови IgА, IgМ и IgG к СagA⁺-штаммам H. pylori. По уровню IgА можно оценить активность воспаления желудка и/или двенадцатиперстной кишки. Чем выше относительно референсных значений уровень иммуноглобулина, тем больше выражено воспаление. Наличие IgМ свидетельствует о первичном инфицировании и дает основание предполагать первичное инфицирование патогенным штаммом CagA⁺, назначить эрадикационную терапию [33]. Однако данная тест-система может быть использована для диагностики сыворотки пациента, например, в тот период, когда IgМ уже отсутствует (примерно после 14-го дня от момента инфицирования), а по изменению только динамики уровня IgG можно лишь косвенно судить о положительном эффекте проведенного лечения. Все остальные иммуноферментные тест-системы, предназначенные для детекции уровня IgG к антигену H. pylori без дифференцировки по принципу патогенности, еще менее информативны, так как выявляют специфическую иммунологическую память на микроорганизм и лишь косвенно, при снижении уровня антител на фоне терапии, могут свидетельствовать о положительном результате лечения.

В обзоре A.I. Cardos и соавт. представлена эволюция методов диагностики H. pylori, дающих возможность дифференцировать штаммы микроорганизма по принципу патогенности [37]. Акцент сделан на перспективе создания простых, быстрых, экономичных, портативных тест-систем, использующих малые объемы биологического образца, обладающих высокой чувствительностью и специфичностью. По мнению исследователей, перспективы и преимущества связаны с нанотехнологиями. В качестве передовых инструментов для обнаружения, дифференциации и идентификации H. pylori рассматривается концепция разработки нано(био)сенсоров и устройств по типу «лаборатория на чипе» [37].

Таким образом, проблема диагностики хеликобактериоза заключается в отсутствии диагностических тест-систем, предназначенных для определения патогенных штаммов H. pylori, что приводит к назначению клиницистами эрадикационной терапии всем инфицированным. Как следствие, отмечается рост антибиотикорезистентности к рекомендуемым для этого препаратам и развитие побочных эффектов проводимой терапии [38].

Проблема антибиотикорезистентности и побочные эффекты эрадикации Helicobacter pylori

Согласно VIII Московским соглашениям по диагностике и лечению хеликобактериоза у взрослых и детей (2024) [39], эрадикация H. pylori должна быть предложена всем инфицированным лицам. Однако растущая в последние годы резистентность штаммов H. pylori к препаратам трех- и четырехкомпонентной схем антимикробной терапии определяет необходимость назначения обоснованной персонализированной терапии хеликобактериоза.

Метаанализ исследований по оценке уровня резистентности H. pylori к антимикробным препаратам в Российской Федерации за последние 10 лет показал, что микроорганизм устойчив к кларитромицину в среднем по регионам Российской Федерации в 10,39% случаев, к метронидазолу – в 33,95% случаев. Двойная резистентность к кларитромицину и метронидазолу встречается у 2,37% пациентов с хеликобактериозом. Распространенность резистентности H. pylori к антимикробным препаратам имеет свои географические особенности. По данным 11 исследований, проведенных в 8 городах России, резистентность микроорганизма к кларитромицину у взрослых пациентов в Москве, Смоленске, Новосибирске, Казани, Ярославле и Владивостоке составляет не более 15%, тогда как в Санкт-Петербурге и Уфе она превышает пороговые 15%. Резистентность к метронидазолу во многих регионах России находится в диапазоне 15,3–55,6% [40].

Высокий уровень резистентности к препаратам первой линии диктует необходимость использования различных модификаций эрадикационной терапии с заменой кларитромицина другими антибактериальными препаратами (тетрациклином, левофлоксацином), назначения гибридных схем, использования тактики первичного тестирования к антибиотикам лиц, контаминированных H. pylori, в регионах с высоким уровнем распространения устойчивости. Антибиотикорезистентность признана фактором риска прогрессирования заболевания [41, 42].

В мире проблема антибиотикорезистентности также широко обсуждается. Во многих странах устойчивость H. pylori к ключевым антибиотикам (кларитромицину и левофлоксацину) превзошла уровень 15–20% [43]. В Корее доля кларитромицин-резистентных случаев за последние 10 лет выросла с 11 до 60%, в США – с 6,1 до 12,9%. Среди детей распространенность резистентности штаммов микроорганизма к кларитромицину значительно выше, чем в общей популяции, и достигает 50%. Увеличивается резистентность H. pylori и к метронидазолу – препарату второй линии эрадикационной терапии. В Европе в общей популяции она варьирует от 20 до 40% со средним показателем 33,1%. В развитых странах резистентность встречается реже, чем в развивающихся: в Японии она в пределах 9–12%, в Канаде – 18–22%, в США составляет 21,5%, а в Мексике достигает 76,3% [38].

Согласно результатам статистического анализа 63 исследований, включившего данные 15 953 пациентов из 28 стран 5 регионов Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ), частота первичной резистентности к метронидазолу составляет 35,3%, к кларитромицину – 32,6%, к тетрациклину – 2,1%, к левофлоксацину – 13,2%, к амоксициллину – 4,8%. Повышение устойчивости к антибиотикам обнаружено в большинстве регионов ВОЗ [44].

На фоне применения комплексной антимикробной терапии могут развиваться различные побочные эффекты, такие как тяжелая Clostridioides difficile-ассоциированная диарея, антибиотик-ассоциированный геморрагический колит, вызванный Klebsiella oxytoca, аллергические и аутоиммунные реакции и др. [45].

Эрадикация H. pylori может изменить микробиоту желудочно-кишечного тракта, приводя к дисбиозу. Формируемый дисбаланс микрофлоры после эрадикации H. pylori характеризуется снижением количества бактерий рода Actinomyces, непродолжительным увеличением количества протеобактерий, долгосрочным увеличением количества бактерий семейства Enterobacteriaceae и Enterococcaceae. Различные бактерии родов Actinomyces, Granulicatella, Parvimonas, Peptostreptococcus, Prevotella, Rothia, Streptococcus, Rhodococcus и Lactobacillus могут приводить к предраковым поражениям желудка и раку после эрадикации непатогенных штаммов H. pylori [46].

Необходимость персонализированного подхода к эрадикации H. pylori обусловлена также неизбирательностью действия антимикробных препаратов на все штаммы микроорганизма, включая непатогенные, которые, по результатам исследований, могут играть защитную роль. Так, имеются сообщения о защитной роли микроорганизма при пищеводе Барретта, аденокарциноме пищевода, эозинофильном эзофагите, воспалительных заболеваниях кишечника, астме и даже рассеянном склерозе [47].

Обоснование перспективных подходов к персонализированной эрадикационной терапии

Персонифицированная эрадикационная терапия может быть назначена только при наличии диагностических тест-систем, способных выявлять белки патогенности, синтезируемые штаммами H. pylori.

Разработка Д.Н. Смирновой и соавт. экспериментального образца иммунохроматографической тест-системы, предназначенной для выявления CagA-штаммов H. pylori, показала возможность использования такого подхода [29]. В работе проведен сравнительный анализ индикации H. pylori с использованием бактериологического, молекулярно-генетического и иммунохроматографического методов с детекцией патогена в различном биологическом материале. Бактериологический метод позволил выявить общую контаминацию пациентов без дифференцировки микроорганизма по принципу патогенности (при тестировании биопсийного материала – в 90%, кала – в 35%, материала зубодесневых карманов – в 52,2% случаев); полимеразная цепная реакция – определить долю лиц, имеющих ген сagA H. pylori, но не всегда синтезирующих белок патогенности (при тестировании биопсийного материала – в 25%, кала – в 26,7%, материала зубодесневых карманов – в 34,8% случаев); метод ИХА – идентифицировать штаммы H. pylori, синтезирующие патогенный белок CagA (при тестировании биопсийного материала – в 19,4%, кала – в 20%, материала зубодесневых карманов – в 13% случаев). Согласно результатам исследования, назначение антимикробной терапии с целью предупреждения формирования антибиотикорезистентности и побочных эффектов при персонифицированном подходе могло бы быть проведено только 13–20% пациентов [29]. Данные исследования свидетельствуют о перспективности разработки ИХА-тест-систем, направленных на детекцию патогенных белков H. pylori, для определения тактики персонифицированной терапии пациентов с хроническим гастритом, язвенной болезнью желудка, двенадцатиперстной кишки и другими заболеваниями, при которых показано назначение эрадикационной терапии.

Способность H. pylori внедрять белок CagA в эпителиальные клетки желудка через систему секреции IV типа T4SS в дендритные клетки и лимфоциты кровотока, проникать через сосудистый эндотелий, оказывая прямое влияние на взаимодействие лейкоцитов с эндотелием, послужила основанием для разработки B.A. Salih и соавт. ИФА-тест-системы. Первые результаты испытания тест-системы показали способность обнаруживать антиген CagA в очень низких концентрациях, что позволяет рассматривать ее в качестве перспективной для использования при обосновании назначения антимикробной терапии. В настоящее время авторы планируют адаптировать использование этого варианта ИФА для выявления патогена в слюне и кале [48].

Перспективным в рамках разработки индивидуального подхода следует считать использование полногеномного секвенирования (англ. whole genome sequencing, WGS) микроорганизма для определения риска неэффективной эрадикации. Основанием для подобного утверждения послужило исследование Y. Zhou и соавт., в котором была выявлена фенотипическая устойчивость 60 клинических изолятов и проведено сравнение соответствия фенотипической и генотипической устойчивости. В результате было установлено, что генотипическая резистентность к кларитромицину и левофлоксацину с высоким уровнем вероятности соответствовала фенотипической резистентности. Все штаммы с мутацией R16H/C и укорочением в rdxA были устойчивы к метронидазолу. Мутация A1378G в HP0399 и мутация A149G в FabH способствовали развитию резистентности к препаратам тетрациклинового ряда и множественной лекарственной устойчивости соответственно. Было также показано, что мутации A(2142/43) G гена резистентности к кларитромицину строго ассоциированы с генами патогенности cagA и vacA [49]. Результаты данного исследования свидетельствуют о пользе выделения группы больных с определенным генотипом микроорганизма, у которых имеется высокий риск неэффективной эрадикации. Это позволит персонализированно подойти к лечению подобных пациентов и разработать мероприятия, повышающие эффективность эрадикационной терапии.

В эпоху растущей антибиотикорезистентности целесообразно проводить определение чувствительности H. pylori к антимикробным препаратам при первом взятии биологического материала до назначения первой линии эрадикационной терапии, с последующей коррекцией при ее неэффективности на основании полученных результатов.

Заключение

Актуальность ранней диагностики хеликобактериоза неоспорима и обусловлена наличием у данного микроорганизма факторов патогенности. Наиболее выраженные патологические процессы, связанные с повышенным риском опухолевой трансформации, вызывают штаммы H. pylori, содержащие белок патогенности Cag A. Наряду с патогенными штаммами следует помнить о существовании непатогенных вариантов микроорганизма, выполняющих защитную функцию при ряде заболеваний. Необоснованное назначение антимикробной терапии способствует росту антибиотикорезистентности, изменению микробиоты желудочно-кишечного тракта с развитием дисбиоза, гибели непатогенных штаммов H. pylori, увеличению количества бактерий, которые могут вызывать развитие предраковых состояний после эрадикации H. pylori.

Анализ существующих подходов к диагностике H. pylori как в России, так и за рубежом показал отсутствие возможности дифференцировать микроорганизм по его способности синтезировать белки патогенности, что говорит об актуальности проблемы разработки диагностических тест-систем, позволяющих осуществлять дифференцированный подход к назначению многокомпонентных схем эрадикационной терапии.

К перспективным направлениям следует отнести разработку иммунохроматографических и иммуноферментных тест-систем, тест-систем для иммуноблоттинга, направленных на детекцию штаммов H. pylori (способных синтезировать белок патогенности CagA) в любом биологическом материале (кале, биопсийном материале, слюне, материале зубодесневых карманов).

Проблему диагностики и дифференцированного подхода к назначению терапии следует рассматривать на совместных конгрессах микробиологов и гастроэнтерологов. Отличной платформой для проведения таких мероприятий могут служить конгрессы по медицинской микробиологии. Совместное решение клиницистами и микробиологами вопроса о персонализированном подходе к назначению антимикробных препаратов с учетом дифференциации штаммов по принципу патогенности может способствовать снижению роста антибиотикорезистентности, количества побочных реакций и повысить эффективность эрадикации.

Дополнительная информация

Финансирование

Работа проведена без привлечения дополнительного финансирования со стороны третьих лиц.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Участие авторов

Н.В. Богачева – концепция и дизайн статьи, анализ литературы, систематизация данных, результаты собственных исследований, написание текста, финальное утверждение рукописи; Е.П. Колеватых – анализ литературы, редактирование текста; Е.Е. Корнеева – поиск литературы, редактирование текста. Все авторы прочли и одобрили финальную версию статьи перед публикацией, согласны нести ответственность за все аспекты работы и гарантируют, что ими надлежащим образом были рассмотрены и решены вопросы, связанные с точностью и добросовестностью всех частей работы.

About the authors

Natalia V. Bogacheva

Kirov State Medical University

Author for correspondence.
Email: bogacheva70@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-7021-6232

MD, PhD, Associate Professor, Professor of the Department of Microbiology and Virology

Russian Federation, ul. Vladimirskaya (K. Marksa) 112, Kirov, 610027

Ekaterina P. Kolevatykh

Kirov State Medical University

Email: hibica@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-6147-3555

MD, PhD, Associate Professor, Head of the Department of Microbiology and Virology

Russian Federation, ul. Vladimirskaya (K. Marksa) 112, Kirov, 610027

Elizaveta E. Korneeva

Kirov State Medical University

Email: korneevaliza222@yandex.ru

student

Russian Federation, ul. Vladimirskaya (K. Marksa) 112, Kirov, 610027

References

Supplementary files